Egyszikű és kétszikű fajok szomatikus embriogeneziseének összehasonlító vizsgálata bioraktorban, különös tekintettel a tenyésztés fizikai körülményeire

Egyszikű növénnyel végzett vizsgálatok

 Embriogén kallusztenyészetek létrehozása

Kísérleteinket, korábbi eredményeinkre alapozva, olyan genotípusokkal kezdtük el, melyekrõl elõre feltételeztük, hogy sikeresen alkalmazhatók a modellrendszer felállításakor. A folyamat, értelemszerűen, a donor növénykék elõállításával, és fitotronban történõ felnevelésükkel kezdõdött. A kísérletsorozatban 5 búzafajtát (Chinese Spring, CY 15, Mv 16, Szaratovszkaja és Emese), illetve a diploid alakorok közül a Pakodi genotípust vizsgáltuk. A felnevelt növénykék esetében rögzítettük a virágzás idõpontját, és minden fajta és genotípus esetében 13 napos éretlen embriót használtunk explantumként. A megfelelõ sterilizálást követõen az éretlen embriókat a gabona szövettenyésztésben általánosan használt RM 1 táptalajra (1 mg/l 2,4-D, pH: 5,8) oltottuk le, és 28 C-on 3 hétig inkubáltuk. Ezt követõen az elsõdleges kalluszokat leválasztottuk a szkutellum felületérõl, és friss RM 1 táptalajra oltottuk át felszaporítás céljából. Egy hónapos szaporítást követõen felvételeztük a kalluszok típusát, és képzõdött kallusz típusa szerint összehasonlítottuk a különbözõ vizsgált genotípusokat.. Az eredmények azt igazolták, hogy a különbözõ genotípusok között nagymértékű különbség figyelhetõ meg, egyes fajták döntõen I-es típusú kompakt szerkezetű kalluszokat hoztak létre, míg másoknál nagyobb gyakorisággal fordult elõ a II-es típusú morzsalékos szerkezetû kallusz. A búzafajták közül a Chinese Spring és a Szaratovszkaja kalluszainak döntõ többsége I-es típusú volt, míg a CY 15 és az Mv 16 kalluszainak döntõ többsége morzsalékos szerkezetû volt. Sajnos, a diploid alakor esetében, kizárólag kompakt kalluszok képzõdtek, ezért ezzel nehezebben tudtunk továbbhaladni. A morzsalékos kalluszok egy része nagyon szép világossárga színûvé alakult, és mint késõbb igazolódott, ezek a kalluszok a legjobbak finom sejtszuszpenziók létrehozására. 
Mivel a sejtszuszpenziók indítására elsősorban a II-es típusú morzsalékos kalluszok alkalmasak leginkább, ettől a lépéstől kezdődően kísérletsorozatunkat két eltérő vonalon folytattuk tovább. Az elsődleges morzsalékos kalluszokból közvetlenül sejtszuszpenziókat indítottunk, míg a kompakt kallszokat más típusú táptalajra oltva megpróbáltuk morzsalékos szerkezetűvé konvertálni. A konverzió céljára BM táptalajt alkalmaztunk, először 1 mg/l 2,4-D koncentrációt alkalmazva, majd 4 hét után a 2,4-D koncentrációt a felére csökkentettük. Ezt a folyamatot követve, a kalluszok, közel 70 %-át sikerült II-es típusúvá konvertálni. Ezt követően az alapanyag egy részét azonos táptalajon fenntartottuk, illetve tovább szaporítottuk, vigyázva arra, hogy időben át legyenek passzálva, mivel eredményeink szerint a túltenyésztés az embriogén képesség elvesztését eredményezi (a tapasztalatok szerint más a 6 hetes azonos táptalajon történő tenyésztés a regeneráció képesség nagymértékű csökkenését eredményezi. A tenyészetek embriogén- és regenerációs képességét hormonmentes regenerációs táptalajon teszteltük gyakorlatilag minden 4 hónapos tenyésztési ciklust követően, és csak azokat a sejtvonalakat tartottuk fenn a továbbiakban, melyeknél intenzív embriogenezis volt megfigyelhető. 

 Sejtszuszpenziók indítása

A kapott, morzsalékos kalluszokból indítottuk a folyadékkultúrákat. A tenyészetek indításához első lépésben 0,5 mg/l 2,4-D tartalmú folyékony BM táptalajt alkalmaztunk, melynek pH értékét a szokásos értékre (pH: 5,6) állítottuk be. Az első indításoknál a teljes morzsalékos kalluszt felhasználtuk a tenyészet indításához, 10% inokulum koncentrációt alkalmazva. Ezek a tenyészetek azonban már az első tenyészidőszakban igen heterogénnek bizonyultak, miszerint a kis sejtaggregátumok mellett nagy kallusz “göbecsek” is létrejöttek a tenyésztés során, ami egy idő után a regenerációs képesség gyros elvesztését eredményezte. Ezért szükségesnek bizonyult egy olyan módszer kidolgozása, mely homogénebb kultúrát eredményez. A tapasztalatok ugyanis azt mutatták, hogy a kalluszok igen heterogén sejtekből állnak, melyek mind strukturálisan, mind fiziológiai viselkedésükben eltérnek egymástól. Például a felületi sejtek többnyire vakuolizálódott nagyméretű sejtek, melyek viszonylag könnyen leválnak az aggregárumokról, míg a kompakt kallusz részek alkotják azokat a nagy aggregálódó részeket, melyek már nem embriogének, de nagymértékben szaporodnak a folyadékkultúrákban. Ezért kidolgoztunk egy olyan módszert, mely alkalmasnak bizonyult a homogén szerkezetű, embriogén sejtek és aggregátumok bekoncentrálására. Számos sikertelen próbálkozást követően, mint pl. a mechanikus homogenizálás, a kalluszok szétdörzsölése, stb., eljutottunk egy viszonylag egyszerű módszerig, mely alkalmas az ideális inokulum létrehozására. Azt tapasztaltuk ugyanis, hogy ha a morzsalékos kalluszokat egy centrifuga csőben a végleges táptalajban szétrázzuk, akkor a parenchimatikus és vakuolizálódott sejtek a tápoldat felületén úszva koncentrálódnak, míg a kompakt, nagyobb aggregátumok kiülepednek a cső aljára. A számunkra fontos sejtaggregátumok viszont a tápközegben lebegnek, és csak igen lassan ülepednek le. A felső rész leöntésével a vakuolizálódott sejtektől lehet megszabadulni, míg az újrafeltöltött centrifuga csövet jól felrázva, és pár percig ülepítve, megszabadulhatunk a nem szükséges nagyobb aggregátumoktól is. Ezzel a módszerrel már igen gyorsan intenzív növekedésű finom szuszpenziókat tudtunk előállítani, egy lépesben. A vizsgált genotípusok esetében azonban jelentős eltérés volt e tekintetben is, ugyanis a diploid alakor sejtszuszpenzióinak alapításakor túlságosan kevés inokulum maradt a folyamat végére, ezért ezt jóval kisebb tenyésztő edényben tudtuk csak tovább tenyészteni. A búzafajták közül a Chinese Spring gyakorlatilag alkalmatlannak bizonyult a tenyészet alapítására, míg a szövettenyésztők kedvencének számító CY 15 is csak komoly bekoncentrálást követően adott megfelelő denzitású finom szuszpenziót. 
Az alapítást követően elsődleges célunk egy un. optimális embriogén tenyészet létrehozása volt. A szövettenyésztési tapasztalat ugyanis azt mutatja, hogy a sejtszuszpenziók viselkedése egy telítési görbével írható le a legjobban (1. ábra). 

1. ábra
A sejtszuszpenziók növekedésdinamikája

Lineáris

 

Logaritmikus

Lag fázis

Az ábra jól mutatja, hogy leoltást követõen a tenyészetek növekedésében három, egymástól jól elkülöníthetõ fázis különböztethetõ meg. Közvetlenül a leoltást követõen, egy ún. lag fázissal kezdõdik a történet, amikor sejttömeg növekedés nem figyelhetõ meg. Ezt követi egy exponenciális növekedési szakasz, amikor az állomány igen intenzíven szaporodik, majd végül, a telítési görbe végén, egy telítési fázis kezdõdik meg, amikor a sejttömegnövekedés elõször leáll, majd elkezdõdik a differenciáció, és túltenyésztés esetén a rendszer összedõl, a tenyészet elpusztul. Kutatási eredményeink azt igazolták, hogy a lag fázis egy igen kritikus szakasza a tenyésztésnek, ugyanis a sejtek komoly aktivitást folytatnak ebben a fázisban. A hagyományos szövettenyésztési elképzelések szerint, a sejtek ilyenkor adaptálódnak, vagyis passzívan alkalmazkodnak a tenyésztési feltételekhez. Amikor ez megtörténik, akkor kezdenek el újra szaporodni. Eredményeink azonban azt igazolják, hogy a sejtek aktívan részt vesznek a tápközeg körülményeinek megváltoztatásában. Erre elõször az utalt, hogy a lag fázis hossza igen nagy mértékben függött az inokulum mennyiségétõl. Ha kevesebb sejtet oltottunk ugyanakkora térfogatba, a folyamat lényegesen lelassult, míg nagyobb sejtdenzitás esetén lerövidült. Sokáig kerestük az okát, módosítva a táptalaj összetételét, a tenyésztés körülményeit, míg végül kiderült, hogy viszonylag egyszerû fizikai paraméterek módosításával a lag fázis gyakorlatilag megszüntethetõ. 

A tenyészeteket közvetlenül kis biorekatorban indítva, és on-line pH mérést alkalmazva kiderült, hogy a tenyésztési feltételek közül a pH az egyik legkritikusabb tényező. A leoltást követően, a tápközeg  kiindulási pH értéke (5,8) rohamosan csökken, és közel egy nap után éri el a 4,3 körüli értéket. Amikor a pH eléri ezt az értéket, a sejtek elkezdenek szaporodni, ami arra utal, hogy ez a relative alacsony pH érték szükséges a sejtek szaporodásához (2. ábra). Ezt később kísérletesen is sikerült igazolni, hiszen egyszerűen a pH emelésével differenciálásra lehet bírni a sejteket. 

2. ábra A pH érték alakulása a sejtszuszpenziós kultúrákban a leoltást követő első héten

Amennyiben azonban a tápközeg pH értékét már az inokulálást megelőzően alacsony értékre állítjuk be, akkor a sejtek azonnal szaporodni kedenek, feltéve, ha az átoltás a tenyészet optimális növekedési fázisában történt. Még itt is okozhat zavarokat az az eset, ha olyan tenyészetet kívánunk inokulumként alkalmazni, mely már túl van az exponenciális növekedési fázison, mivel ekkor a tápközeg pH-ja már elkezd növekedni, és a sejtek már átléptek a differenciációs szakaszba. Ez azt jelenti, hogy már a tenyészet indításakor oda kell figyelni ezekre a paraméterekre, nemcsak a sejtszuszepnziók indításánál, hanem már a kalluszindukció fázisától kezdődően. Egyébként abba a helyzetbe kerülünk, amit a 3. ábra mutat.  

3. ábra
A sejtszuszpenziók pH értékének stresszfaktora az átoltások függvényében

Abban az esetben ugyanis, ha a konvencionális szövettenyésztési módszereket rutinszerűen alkalmazzuk, akkor csak azt érjük el, hogy ismételt stressznek tesszük ki a tényészeteinket, ami igen gyorsan a regenerációs vagy embriogén képesség elvesztését eredményezi. Az ismételt magas pH nemcsak a sejtek stressztűrését kezdi ki, hanem folyamatosan különböző fiziológiai állapotba kényszerti, mely a sejttömeg produkciójának csökkenését is eredményezi. 
Ha azonban a rendszer az elejétől optimalizálva működik, a nagyléptékű tenyésztésnek sem lehetnek elméleti akadályai. Ezt bizonyítják a növekvő léptékű fermentációs eredmények is. 
A következő ábrán (4. ábra) az 1,5 l-es fermentorból származó eredményeinket mutatjuk be. 

4. ábra

Bioreaktorban tenyésztett sejtszuszpenziók tápközeg pH értékének alakulása konvencionális és alacsony pH értéken történő indítást követően

Az ábrán jól látható, hogy a magas pH értékről indított tenyészetek esetében egy hirtelen pH csökkenést követően a rendszer “túlkompenzál”. A hirtelen esés a sejtek aktív közreműködésének köszönhetően túlfut a szükséges értéken, ezért egy ellenkező irányú tevékenységet is kell folytatniuk, ami komoly stresszt jelent a sejtek számára. Ez a fluktuáció később kiegyenlítődik, és a folyamatosan és lassan csökkenő értékben nyílvánul meg. A regenerációs vizsgálatok azonban azt mutatják, hogy a 4-es pH érték alatt ugyanúgy csökken a regenerációs képesség, mint a túl magas értékeke esetében. Így, a hagyományos rendszer nem biztosítja a nagyléptékű tenyészetek létrehozásához szükséges körülményeket. Ezzel szemben az alacsony pH értékről indított, “ideális állapotú tenyészetek igen gyorsan beállnak egy stabil pH értékre, és ezt folyamatosan tartani képesek. A sejttömeg gyarapodási vizsgálatok is azt igazolták, hogy ekkor a tenyészet folyamatosan, lag fázis nélkül exponenciális növekedési fázisban van, és csak akkor történik lényeges változás a rendszerben, ha már telítődött. 
Természetesen, minden fermentációs technológia esetében a léptéknövelés kulcsa az, hogy az adott tenyészet tud e alkalmazkoni az un. ipari méretekhez. Technológiai szempontból viszonylag egyszerű dolgozni a kis térfogatú batch reaktorokban, de teljesen más a viselkedése a rendszernek egy nagyobb léptékű airlift reaktorban. Ezért az egész rendszert megismételtük 20 literes airlift reaktorban. A kép megdöbbentően hasonló ahhoz, amit a kis reaktorokban kaptunk (5. ábra). A két rendszer közötti különbség itt még kifejezettebb, és alapvetően igazolja azt, hogy az optimális pH érték beállítása kulcsszerepet tölt be, főleg a nagyléptékű tenyésztés esetében. Meglepő, hogy egy egyszerű fizikai paraméter milyen szintű előrelépést tesz lehetővé. 

5. ábra 
A tenyésztési feltételek alakulása 20 l-es airlift reaktorban

Az embriogén szuszpenziók tenyésztésének kidolgozása azonban csak alap ahhoz, hogy gyakorlati haszonnal kecsegtető terméket hozzunk létre a folyamat végére. Bár köztudott, hogy az embriók igen gazdagok bioaktív és egészségvédő vegyületekben, de ennek tételes igazolása széles körű analitikai vizsgálatokat igényel. Ennek érdekében, a nagyléptékű fermentáció eredményeként létrejött biomassza egy részét “leszüreteltük, és liofilizáltuk további vizsgálatok céljára. Sajnos eddig tételes vizsgálatokat nem végezhettünk idő hiányában, de a fermentációval előállított anyagok mellett vizsgáltuk a tesztelt genotípusok embrióinak összetételét, annak érdekében, hogy konkrétan tudjuk keresni azokat a komponenseket, melyek termelése célja lehet az in vitro rendszereknek. Ezek közül kiemelkednek a zsíroldható antioxidánsok, különösen a tokolok és a tokotriolok, melyek elsősorban az alakorban vannak igen kiugó mértékben jelen. Előkísérleteink azt igazolják, hogy ezek, a biorekatorban szaporított embriogén sejttömegben is igen nagy mennyiségben  vannak jelen, és koncentrációjuk növelhető az elicitálás okozta shockkal. 

Kétszikű növénnyel végzett vizsgálatok

	A kétszikű modell növényünk, a szamóca (Fragaria x ananassa), esetében az elsődleges kísérleti cél olyan tenyészetek létrehozása, melyek szomatikus embriogenezisen keresztül regenerálódnak. Ehhez ismernünk kell a regeneráció morfogenezisét és meg határozni azokat a feltétel rendszereket, melyek segítségével olyan embriogén kallusz állítható elő, mely jól szaporítható és hosszú ideig megőrzi regenerációs képességét. 
	A tenyészeteket mikroszaporított növények fiatal level szegmenseiből indítottuk módosított MS táptalajon, amely thidiazuron (citokinin) hormont tartalmazott.  Ez a hormon jelentős a szomatikus embriogenezis és általában a növényregeneráció szempontjából. A levelek, levélnyéllel és anélkül, valamint abaxiális és adaxiális oldalukkal lefelé, kerültek a megfelelő indukciós tápközegre. A regeneráció lépéseit naponkénti mintavétellel ellenőríztük a kezdetektől egészen az első kis hajtások megjelenéséig, összesen 3 hetes időtartományban. Az eredmények azt igazolták, hogy a szamóca esetében az uralkodó regenerációs folyamat a direkt embriogenezis. Gyakori jelenség az organogenezisen keresztüli növényregeneráció, viszont a kalluszindukción keresztüli embriogenezis viszonylag ritkán fordul elő.

	A scanning elektronmikroszkópos felvételek is azt igazolják, hogy a növénykék döntően kétféle úton regenerálódtak: szomatikus embriogenezissel és organogenezissel. Az adott tápközegen mindkét esetben a direkt regeneráció volt inkább jellemző a levél szöveteiből, és ritkábban fordult elő a kalluszképzés, mint közbülső fázis. A regeneráció gyakoriságát nem befolyásolta az, hogy a levél melyik oldalával érintette a táptalajt.
Ezzel kapcsolatos publikáció 2006-ban jelent meg. (Acta Horticulturae 725: 221-225)

Embriogén kalluszok nagy tömegben való előállításához két fontos kritériumnak kell teljesülnie: 1, megfelelő szaporodóképesség, 2, növényregenerációs képesség. Ennek érdekében 2,4-D-t tartalmazó közegen (LS, B5) intenzíven növő kallusz kultúrákat hoztunk létre. Ezt követően, a szekunder kalluszokat különböző hormonösszetételű közegekre helyeztük át abból a célból, hogy differenciációra kompetens sejtek keletkezzenek. A 2,4-D-t tartalmazó közegeken továbbra is homogén kallusz kultúrák fejlődtek , míg az IAA, NAA és kinetin-tartalmú MS, MSA valamint G-D közegeken a tenyészetek már bizonyos fokú differenciálódást mutattak, és a szaporodási erélyük sem csökkent még. A differenciálódási folyamat ezeken a táptalajokon azonban inkább a gyökérképződés irányába tolódott el, ami az MSA közegen különösen megnyilvánult. 

Ezek a gyökerek azonban egy idő után maguk is elkalluszosodtak. Nyilvánvalóan, a szomatikus embriogenezis, és/vagy hajtás típusú organogenezis szempontjából, ez a differenciáció indukció, zsákutca. A sikert a thidiazuront (citokinin) tartalmazó tápközeg hozta meg. Nagyrészt gyökereket is fejlesztő, fényen zöld hajtások képződtek. Ezen eredmények birtokában, valamennyi hormonvariációs kísérletet folyékony tápközegben is megismételtünk. A kultúrák sejtjeit fénymikroszkóppal vizsgáltuk. 

 Figyeltük a sejtek alakját, méretét, aggregálódási hajlamát és természetesen a tenyészet szaporodási erélyét is. Vajon megfigyelhetőek-e a várt embriogén sejtek ezekben a sejt tenyészetekben ?
	A 2,4-D alapú közegekben (LS, B5) hosszú, kifli alakú egyedi sejtek találhatók, a sejtpopuláció homogén. Sejtaggregáció nem jellemző, maximum kettős sejtek figyelhetők meg. Elmondható, hogy itt tipikusan nem differenciált, parenchima típusú, egyedi, sejtek vannak jelen.

2. ábra Thidiazuront tartalmazó folyákony tápközeg sejttenyészete (a: apró, gömbölyű sejtek, b: nagy méretű, ovális sejtek, c: gömbölyű sejtekből álló aggregátum)

Az IAA, NAA és kinetin kombináció esetén, (MS, MSA, G-D közegek), a sejtpopuláció heterogénné válik. A tipikusan kifli alakú sejtek mellett kisméretű gömbölyded sejtek is megjelennek. Ezek a kisméretű gömbölyded sejtek aggregátumokat is képeznek. Előfordulnak igen hosszú, több sejtből álló fonalszerű szerkezetek is. Az említett három közeg sejttenyészeteiben, a hasonló hormonösszetételből fakadóan, jelentős különbségek nincsenek. Fontos megjegyezni, hogy e tenyészetek szaporodási erélye még igen jó.

A thidiazuront, jelentős mennyiségben, tartalmazó (MSTDZ) közegben nagy méretű, közel gömbszerű sejtek, illetve ezek aggregátumai fordulnak elő (2.ábra). Ezek proembriogén sejteknek foghatók fel, melyekben szomatikus embriók, esetleg hajtást létrehozó organogenezisre hajlamos sejtek, vannak jelen. Tipikusan kallusz sejtek nem figyelhetők meg. E sejttenyészet szaporodási rátája kismértékben csökken az előzőekben említett tenyészetekhez képest. 
A folyékony kultúrákat szilárd közegre szélesztve, visszakapjuk, a kiindulási kallusztenyészetekkel megegyező, struktúrákat, vagyis a sejtek differenciáltsági állapota stabil.
Felvetődik a kérdés, hogy folyékony kultúrában, hogyan lehet fenntartani a proembriogén állapotot, vagyis, hogy az embriogenezis folyamata ne fejeződjön be? Ezt a tápközeg pH-jának alacsony szinten (pH 4,5) tartásával lehet biztosítani. A fermentorban történő embriogén sejtek v. organogén aggregátumok szaporításának az egyik fontos eleme ez. A tudomány mai állása szerint a sejtdifferenciáció nem más, mint stabilizálódó génexpresszió, amely morfológiai és biokémiai szinten egyaránt megnyilvánul. A sejtdifferenciáció mértéke nemcsak morfológiai tulajdonságokban nyilvánul meg, hanem élettani, biokémiai sajátságokban is. Ez, valamint a szamóca szomatikus embriók felhasználhatóságának igénye, vezetett oda, hogy a szamóca egyik igen jellemző anyagcsere termékét, az ellágsavat  (fenolsav), sejtdifferenciációs markernek használjuk. Az ellágsav biológiailag aktív molekula, rákellenes és szabadgyökfogó hatását már igazolták. A vizsgálathoz, a fermentorban vagy lombik tenyészetben felszaporított, sejteket összegyűjtve liofilizáltuk, majd a fenolokat, egy új technológiával, a szuperkritikus fluid extrakcióval vontuk ki.  A kivonat minőségi és mennyiségi analízise HPLC segítségével történt.
	Az említett in vitro kultúrákon túl mértük a szabadföldről begyűjtött, valamint mikroszaporított szamóca levelek ellágsav tartalmát is. A mérésekből egyértelműen kitűnik, hogy az ellágsavtartalom szoros összefüggést mutat a differenciáltsági fokkal. A fermentációs vizsgálatok kimutatták, a fény serkenti az ellágsav akkumulációt, ami szintén a differenciációval van összefüggésben. 
	Az ellágsavtartalom és a sejtdifferenciáció összefüggésével kapcsolatos eredményeinket az International Journal of Horticultural Science c. folyóiratban tervezzük a közeljövőben publikálni.